Окислительный гомеостаз прорастающих семян пшеницы в зависимости от продолжительности ультразвукового воздействия 

Сергей Сергеевич Тарасов, старший преподаватель кафедры ботаники, физиологии и защиты растений, Нижегородская государственная сельскохозяйственная академия (Россия, г. Нижний Новгород, проспект Гагарина, 97), E-mail: Tarasov_ss@mail.ru
Александр Павлович Веселов, доктор биологических наук, профессор, профессор кафедры биохимии и биотехнологии, Национальный исследовательский Нижегородский государственный университет имени Н. И. Лобачевского (Россия, г. Нижний Новгород, проспект Гагарина, 23), E-mail: veselov-ap@yandex.ru 

591.13:636.92+577.11 

DOI

10.21685/2307-9150-2021-3-2 

Актуальность и цели. Ультразвук активно используется для воздействия на живые организмы, однако его физиологическое действие остается не до конца исследованным. В связи со способностью ультразвуковой волны генерировать в водной среде активные формы кислорода особое внимание, с нашей точки зрения, стоит уделить окислительному гомеостазу и первичному протеолизу запасного питательного вещества у прорастающих семян. В качестве основного показателя стоит выделить окислительную модификацию белков (ОМБ), так как именно они являются основными ловушками биорадикалов, но при этом их оборот в растительных тканях остается не исследованным. Целью работы явилось изучить влияние разного времени ультразвукового воздействия на уровень ОМБ, перекисного окисления липидов (ПОЛ), активности цистеиновой протеиназы и экспрессии ее гена (СР) в прорастающих семенах пшеницы. Материалы и методы. В качестве объекта исследования использовали семена пшеницы (Triticum aestivum L.), сорта «Экада – 70» 2018 г. сбора. Семена помещали в водную среду ультразвуковой ванны «УНИТРА – УНИМА» УМ – 4. Обработку проводили в течение 5, 10 и 20 мин, контролем служили семена, замоченные, но не обработанные ультразвуком. По окончании в семенах определяли уровень ПОЛ путем определения концентрации малоновогодиальдегида (МДА), ОМБ регистрации 2,4 – денитрофенилгидразонов (2,4 – ДНФГ), активности цистеиновой протеиназы и экспрессии гена (СР). Результаты. Эксперименты выявили зависимость исследуемых показателей от времени ультразвукового воздействия. Показано увеличение содержания МДА в прорастающих семенах пшеницы после ультразвукового воздействия. Содержание 2,4 – ДНФГ имело волнообразную динамику, статистически значимо не изменялось в прорастающих семенах, подверженных ультразвуковому воздействию в течение 5 мин, увеличивалось в образцах, на которые воздействовали ультразвуком в течение 10 мин, и снижалось в семенах, обработанных ультразвуком в течение 20 мин. Активность исследуемой протеиназы была выше в образцах после пятиминутной ультразвуковой обработки и ниже контрольных значений в семенах после 20 мин действия ультразвуком. Экспрессия гена (СР) была выше в прорастающих семенах, подверженных пяти- и десятиминутной ультразвуковой обработке, с последующим падением ниже контроля. Выводы. Установлено усиление процессов ПОЛ, волнообразная динамика ОМБ и первичная активация протеолиза с последующим ингибированием в прорастающих семенах пшеницы после ультразвукового воздействия, гомеостаз белков более толерантен к действию АФК по сравнению с липидами. 

Ключевые слова

окислительная модификация белков, перекисное окисление липидов, цистеиновые протеиназы, семена пшеницы, прорастание семян, ультразвук 

 Скачать статью в формате PDF

1. Maresca D., Lakshmanan A., Abedi M. [et al.]. Biomolecular Ultrasound and Sonogenetics // Annu Rev Chem Biomol Eng. 2018. Vol. 7, T. 9. P. 229–252. URL: https://doi:10.1146/annurev-chembioeng-060817-084034
2. Naeve I., Mommens M., Arukwe A., Kjørsvik E. Ultrasound as a noninvasive tool for monitoring reproductive physiology in female Atlantic salmon (Salmo salar) // Physiol Rep. 2018. Vol. 6, T. 9. P. 136–140. URL: https://doi:10.14814/phy2.13640
3. Chen L. D., Ruan S. M., Lin Y. [et al.]. Comparison between M-score and LR-M in the reporting system of contrast-enhanced ultrasound LI-RADS // Eur Radiol. 2019. Vol. 29, T. 8. P. 4249–4257. URL: https://doi:10.1007/s00330-018-5927-8
4. Methachan B., Thanapprapasr K. Polymer-Based Materials in Cancer Treatment: From Therapeutic Carrier and Ultrasound Contrast Agent to Theranostic Applications // Ultrasound Med Biol. 2017. Vol. 43, T. 1. P. 69–82. URL: https://doi:10.1016/j.ultrasmed bio.2016.09.009
5. Zhou L. Q., Li P., Cui X. W., Dietrich C. F. Ultrasound nanotheranostics in fighting cancer: Advances and prospects // Cancer Lett. 2020. Vol. 1, T. 470. P. 204–219. URL: https://doi:10.1016/j.canlet.2019.11.034
6. Hu A., Zheng J., Qiu T. Industrial experiments for the application of ultrasound on scale control in the Chinese sugar industry // Ultrason Sonochem. 2006. Vol. 13, T. 4. P. 329–333. URL: https://doi:10.1016/j.ultsonch.2005.05.005
7. Alarcon-Rojo A. D., Janacua H., Rodriguez J. C. [et al.]. Power ultrasound in meat processing // Meat Sci. 2015. Vol. 107. P. 86–93. URL: https://doi:10.1016/j.meatsci. 2015.04.015
8. Arvanitoyannis I. S., Kotsanopoulos K. V., Savva A. G. Use of ultrasounds in the food industry-Methods and effects on quality, safety, and organoleptic characteristics of foods // Crit Rev Food Sci Nutr. 2017. Vol. 57, T. 9. P. 109–128. URL: https://doi:10. 1080/10408398.2013.860514
9. Gallo M., Ferrara L., Naviglio D. Application of Ultrasound in Food Science and Technology: A Perspective // Foods. 2018. Vol. 7, Iss. 10. URL: https://doi:10.3390/foods 7100164
10. Kiss A. A., Geertman R., Wierschem M. [et al.]. Ultrasound-assisted emerging technologies for chemical processes // Chem Technol Biotechnol. 2018. Vol. 93, Iss. 5. P. 1219–1227. URL: https://doi:10.1002/jctb.5555
11. Bera S., Mondal D. A role for ultrasound in the fabrication of carbohydrate-supported nanomaterials // Ultrasound. 2019. Vol. 22, № 2. P. 131–156. URL: https://doi:10.1007/ s40477-019-00363-8
12. Ribeiro F. R., Tedeschi L. O. Using real-time ultrasound and carcass measurements to estimate total internal fat in beef cattle over different breed types and managements // Anim Sci. 2012. Vol. 90, T. 9. P. 3259–3265. URL: https://doi:10.2527/jas.2011-4697
13. Stouffer J. R. History of ultrasound in animal science // Ultrasound Med. 2004. Vol. 23 (5). P. 577–584. URL: https://doi:10.7863/jum.2004.23.5.577
14. Hasan M. M., Bashir T., Bae H. Use of Ultrasonication Technology for the Increased Production of Plant Secondary Metabolites // Molecules. 2017. Vol. 22, Iss. 7. P. 1046. URL: https://doi:10.3390/molecules22071046
15. Ding J., Johnson J., Chu Y. F., Feng H. Enhancement of γ-aminobutyric acid, avenanthramides, and other health-promoting metabolites in germinating oats (Avena sativa L.) treated with and without power ultrasound // Food Chemistry. 2019. Vol. 283. P. 239–247. URL: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2018.12.136
16. Miano A. C., Sabadoti V. D., Augusto P. E. D. Combining Ionizing Irradiation and Ultrasound Technologies: Effect on Beans Hydration and Germination // Food Sci. 2019. Vol. 84 (11). P. 3179–3185. URL: https://doi.org/10.1111/1750-3841.14819
17. Okada K., Kudo N., Hassan M. A. [et al.]. Threshold curves obtained under various gaseous conditions for free radical generation by burst ultrasound - Effects of dissolved gas, microbubbles and gas transport from the air // Ultrason Sonochem. 2009. Vol. 16, № 4. P. 512–618. URL: https://doi:10.1016/j.ultsonch.2008.11.010
18. Gebicka L., Gebicki J. L. The effect of ultrasound on heme enzymes in aqueous solution // Enzyme Inhib. 1997. Vol. 12, T. 2. P. 133–141. URL: https://doi:10.3109/1475636 9709035814
19. Ogawa R., Watanabe A., Morii A. Ultrasound up-regulates expression of heme oxygenase-1 gene in endothelial cells // Med Ultrason. 2015. Vol. 42, Iss. 4. P. 467–475. URL: https://doi:10.1007/s10396-015-0635-3
20. Jiang Z., Yao K., Yuan X. [et al.]. Effects of ultrasound treatment on physico-chemical, functional properties and antioxidant activity of whey protein isolate in the presence of calcium lactate // Sci Food Agric. 2018. Vol. 98, Iss. 4. P. 1522–1529.
21. Davies M. J. Protein oxidation and peroxidation // Biochem. 2016. Vol. 473, Iss. 7. P. 805–825. URL: https://doi:10.1042/BJ20151227
22. Стальная И. Д., Гаришвили Т. Г. Метод определения малоновогодиальдегида // Современные методы в биохимии. М. : Медицина, 1977. C. 66–68.
23. Дубинина Е. Е. [и др.]. Окислительные модификации белков сыворотки крови человека, метод ее определения // Вопросы медицинской химии. 1995. Т. 41, № 1. С. 24–26.
24. Александрова И. Ф., Веселов А. П., Ефременко Ю. Р. Протеолитическая активность прорастающих семян пшеницы при тепловом стрессе // Физиология растений. 1999. Т. 46, № 1. С. 223.
25. Gál A. B., Carnwath J. W., Dinnyes A. [et al.]. Comparison of real-time polymerase chain reaction and end-point polymerase chain reaction for the analysis of gene expression in preimplantation embryos // Reprod Fertil Dev. 2006. Vol. 18, № 3. P. 365–371. doi:10.1071/rd05012
26. Молекулярно-генетические и биохимические методы в современной биологии растений / под ред. Вл. В. Кузнецова, В. В. Кузнецова, Г. А. Романова. М. : БИНОМ. Лаборатория знаний, 2011. 487 с.
27. Patent CH (200410088515/8)-B 08-NOV-2004 A Triticum aestivum Cysteine Proteinase Gene and Its Utilization / Jing R., Zang Q., Guo Z., Chang X. ; Chinese Academy of Agricultural Sciences ; Institute of Crop Germplasm Resources.
28. Lu S. Zn2+ blocks annealing of complementary single-stranded DNA in a sequenceselective manner // Sci Rep. 2014. Vol. 4. P. 5464. URL: https://doi:10.1038/srep05464
29. Schmittgen T. D., Zakrajsek B. A., Mills A. G. [et al.]. Quantitative reverse transcription-polymerase chain reaction to study mRNA decay: comparison of endpoint and realtime methods // Anal Biochem. 2000. Vol. 285, Iss. 2. P. 194–204. doi:10.1006/ abio.2000.4753
30. Гланц С. Медико-биологическая статистика. М. : Практика, 1999. 459 с.
31. Дубинина Е. Е. Продукты метаболизма кислорода в функциональной активности клеток. СПб., 2006. 396 с.
32. Jung T., Höhn A., Grune T. The proteasome and the degradation of oxidized proteins: Part II - protein oxidation and proteasomal degradation // Redox Biol. 2014. Vol. 2. P. 99–104. URL: https://doi:10.1016/j.redox.2013.12.008
33. Raynes R., Pomatto L. C., Davies K. J. Degradation of oxidized proteins by the proteasome: Distinguishing between the 20S, 26S, and immunoproteasome proteolytic pathways // Mol Aspects Med. 2016. Vol. 50. P. 41–55. URL: https://doi:10.1016/j.mam. 2016.05.001
34. He L. L., Wang X., Wu X. X. [et al.]. Protein damage and reactive oxygen species generation induced by the synergistic effects of ultrasound and methylene blue // Spectrochim Acta A Mol Biomol Spectrosc. 2015. Vol. 134. P. 361–366. URL: https://doi:10. 1016/j.saa.2014.06.121
35. Duco W., Grosso V., Zaccari D., Soltermann A. T. Generation of ROS mediated by mechanical waves (ultrasound) and its possible applications // Methods. 2016. Vol. 109. P. 141–148. URL: https://doi:10.1016/j.ymeth.2016.07.015
36. Jia C., Xu L., Han T. [et al.]. Generation of Reactive Oxygen Species in Heterogeneously Sonoporated Cells by Microbubbles with Single-Pulse Ultrasound // Ultrasound Med Biol. 2018. Vol. 44, № 5. P. 1074–1085. URL: https://doi:10.1016/j.ultrasmedbio.2018. 01.006
37. Escoffre J. M., Campomanes P., Tarek M., Bouakaz A. New insights on the role of ROS in the mechanisms of sonoporation-mediated gene delivery // Ultrason Sonochem. 2020. Vol. 64. P. 1049–1098. URL: https://doi:10.1016/j.ultsonch.2020.104998
38. Giuntini F., Foglietta F., Marucco A. M. [et al.]. Insight into ultrasound-mediated reactive oxygen species generation by various metal-porphyrin complexes // Free Radic Biol Med. 2018. Vol. 121. P. 190–201. URL: https://doi:10.1016/j.freeradbiomed.2018. 05.002
39. Wang P., Wang X., Zhang K. [et al.]. The spectroscopy analyses of PpIX by ultrasound irradiation and its sonotoxicity in vitro // Ultrasonics. 2013. Vol. 53, Iss. 5. P. 935–942. URL: https://doi:10.1016/j.ultras.2012.10.019
40. Zhang K., Xu H., Jia X. [et al.]. Ultrasound-Triggered Nitric Oxide Release Platform Based on Energy Transformation for Targeted Inhibition of Pancreatic Tumor // ACS Nano. 2016. Vol. 10, Iss. 12. P. 10 816–10 828. URL: https://doi:10.1021/acsnano. 6b04921
41. Lane B. G. Cellular desiccation and hydration: developmentally regulated proteins, and the maturation and germination of seed embryos // FASEB. 1991. Vol. 5, № 14. P. 2893–2901. URL: https://doi:10.1096/fasebj.5.14.175235
42. Liu Y., Han C., Deng X. [et al.]. Integrated physiology and proteome analysis of embryo and endosperm highlights complex metabolic networks involved in seed germination in wheat (Triticum aestivum L.) // Plant Physiol. 2018. Vol. 229. P. 63–76. URL: https://doi:10.1016/j.jplph.2018.06.011
43. Yadav S. P., Ahuja V. P., Das H. K. Changes in amino acid composition of proteins in developing wheat embryo during seed germination // Indian J. Biochem Biophys. 1972. Vol. 9, № 4. P. 350–351.
44. Lowe L. B., Ries S. K. Endosperm protein of wheat seed as a determinant of seedling growth // Plant Physiol. 1973. Vol. 51, № 1. P. 57–60. URL: https://doi:10.1104/ pp.51.1.57